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Humanes Fettgewebe sekretiert hunderte regulatorisch aktive Hormone, die bei der Entstehung und Manifestierung schwerwiegender Krankheiten wie Diabetes oder kardiovaskulären Erkrankungen beteiligt sind. Um die Vorhersagekraft von in vitro Modellen zu verbessern und die Komplexität des nativen Fettgewebes besser nachzubilden, werden dringend dreidimensionale (3D) in vivo nahe Fettgewebemodelle benötigt. Um solch ein flexibel anwendbares möglichst physiologisches Modell aufzubauen wurde in dieser Arbeit der Aufbau und die Evaluierung verschiedener 3D Fettgewebemodelle teils mit artifizieller Matrix angestrebt und im Anschluss mit dem nativen Zustand vergleichen. Beginnend wurden aus primärem humanem Fett Lobuli in verschiedenen Größenbereichen isoliert, kultiviert und der Zelltod sowie Zeichen der Lipolyse bestimmt. Es hat sich gezeigt, dass Lobuli mit einem Gewicht von 27 – 70 mg über 15 Tagen die stabilsten Ergebnisse geliefert haben und wurden somit tiefergehend analysiert. Bei der Analyse der Viabilität und Zellfunktionalität in Form der Lipidakkumulation und der Expression von Perilipin A konnte bewiesen werden, dass Lobuli als Fettgewebemodell genutzt werden können. Als weiteres Modell erfolgte die Etablierung von Sphäroiden aus humanen primären Stammzellen aus dem Fettgewebe (adipose-derived stem cells, ASC). Die Sphäroide wurden für 14 Tage adipogen differenziert und währenddessen die Veränderung des Volumens und der Rundheit sowie die Expression von Zelltodmarkern und das adipogene Differenzierungspotenzial betrachtet. Dabei haben Sphäroide mit mehr als 100.000 Zellen ihr Volumen über die Zeit verkleinert und Apoptose- und Nekrosemarker an den Tagen 0 und 14 gezeigt. Sphäroide bis 100.000 Zellen haben ihr Volumen während der Differenzierung leicht vergrößert und haben die meisten Lipide akkumuliert, Perilipin A und Kollagen Ⅵ exprimiert. Somit konnten ASC-basierte Sphäroide aus 10.000 Zellen, mit signifikanter Lipidzunahme, als weiteres Fettgewebemodell mit hohem Potenzial identifiziert werden. Im Anschluss erfolgte die Etablierung von methacrylierter Gelatine (GelMA) als Biomaterial für die Verkapselung von primären ASCs und reifen Adipozyten (adipocyte, AC) mit anschließendem extrusions-basierten 3D Druck. Es konnte gezeigt werden, dass die homogene Verteilung der lipidgefüllten ACs in eine wässrige Biotintenlösung nur durch schnelles Herunterkühlen auf Eis möglich war. Der anschließende 3D Druck hatte, weder auf die Viabilität noch Funktionalität bzw. adipogene Differenzierung der Zellen signifikante Einflüsse. Die additiv aufgebauten Modelle wiesen an Tag 1 und 8 bzw. 15 in der Lebend-Tot-Färbung keinen vermehrten Zelltod im Vergleich zu den manuellen Modellen auf. Die Färbung der intrazellulären Lipide und Perilipin A sowie die Glycerolfreisetzung als Funktionalitätsmarker, haben dies bestätigt. Im Vergleich zu nativem Gewebe haben differenzierte ASCs (diffASC) nach der Differenzierung signifikant weniger lipidpositive Zellen und freigesetztes Glycerol gezeigt. Auch morphologisch betrachtet, haben ACs in GelMA mehr Ähnlichkeiten zum nativen Gewebe als diffASCs. Aufgrund der begrenzten Langzeitstabilität von GelMA, des Ursprungs und der Vernetzung wurden Biomaterialien ohne tierischen Ursprung evaluiert. Dabei hat sich das niedrig acetylierte Polysaccharid Gellan Gum (GG) als vielversprechendes Material erwiesen. Es konnten stabile und transparente Hydrogele durch die Vernetzung mit divalenten Ionen im Zellkulturmedium aufgebaut werden. Die 1 %-igen Hydrogele waren weder bei indirekter noch direkter Testung zytotoxisch oder haben Monozyten aktiviert. Bestätigt wurde es durch die Laktatdehydrogenase (LDH)-Freisetzung, den Resazurinumsatz und eine Lebend-Tot-Färbung. Azelluläre Gele wurden über 98 Tagen ohne signifikante Veränderungen erhalten und zeigten für Fettgewebe geeignete Materialeigenschaften. Aufgrund dieser Langzeitstabilität konnten diffASCs für 98 Tage in GG kultiviert werden und zu univakuolären Fettzellen reifen. Dies wurde durch die Färbung von intrazellulären Lipiden und Perilipin A sowie der Leptinsekretion und Glycerolfreisetzung bewiesen. Verglichen mit nativem Gewebe wiesen die diffASCs eine vergleichbare, wenn auch kleinere Morphologie, ähnliche Anteile an lipidpositiven und univakuolären Zellen auf. Auf Basis von GG konnten ACs erfolgreich verkapselt und aufgebaut werden. Hierbei erwies sich eine GG Konzentration von 0,5 % als geeignet, da homogen gemischte Hydrogele mit hohem Resazurinumsatz und geringer Glycerolfreisetzung kultiviert werden konnten. Für den additive Aufbau der GG-basierten Modelle, fand eine Optimierung zur Biotinte statt, was durch die initiale Zugabe divalenter Ionen zur Erhöhung der Viskosität und damit Druckbarkeit ermöglicht wurde. Die additiv gefertigten Modelle zeigten keine signifikanten Unterschiede in Bezug auf Viabilität oder Funktionalität. Nach 32 Tagen in Kultur konnten univakuoläre und funktionale Zellen gezeigt werden. Durch die Erhöhung der GG Konzentration auf 1,5 % wurde ein erfolgreiches 6D Bioprintingverfahren etabliert. Auch hier zeigten die in GG verkapselten ASCs keine Viabilitäts-, Morphologie-, oder Differenzierungsunterschiede nach dem Druckprozess. Abschließend erfolgte ein Vergleich der etablierten Modelle wobei die Adipogenese der ASC-basierten Modelle und zum anderen der adipozytenspezifische Phänotyp evaluiert wurde. Hinsichtlich der Viabilität konnten keine Unterschiede festgestellt werden. Das adipogene Differenzierungspotenzial zeigte sich am stärksten im diffASC Hydrogel. Sowohl hier als auch in den Sphäroiden konnten eingelagerte Lipide ohne hormonelle Induktion mit Medium nachgewiesen werden. Die Betrachtung der adipozytenspezifischen Morphologie der ausgereiften Modelle erlaubte den Rückschluss, dass die Zellen in den Monolayern den unausgereiftesten Zustand in Form von multivakuolären, elongierten diffASCs mit Aktin-Stressfasern aufweisen. Die Zellen der anderen Modelle zeigen deutlich größere Lipidvakuolen mit einem abgerundeten Zytoskelett. Die quantitative Bestimmung der Lipid-, Leptin- und Glycerolmenge legt nahe, dass sich die Zellen, außer die im Monolayer, in einem Steady-State befinden, was die relative Genexpression adipozytenspezifischer Gene untermauert. Zusammengefasst wurden in dieser Arbeit sechs unterschiedliche Fettgewebemodelle entwickelt und mit nativem Gewebe verglichen. Jedes Modell weist individuelle Stärken auf, wodurch sich der Anwendungsbereich und die Forschungsfragen unterscheiden. Um ein möglichst in vivo-nahes Modell zu erreichen, sind diffASCs in GG Hydrogelen ein vielversprechendes, langzeitstabiles, ausgereiftes Fettgewebemodell und können daher als flexible Plattform für in vitro Testungen genutzt werden.

Due to its wide-ranging endocrine functions, adipose tissue influences the whole body’s metabolism. Engineering long-term stable and functional human adipose tissue is still challenging due to the limited availability of suitable biomaterials and adequate cell maturation. We used gellan gum (GG) to create manual and bioprinted adipose tissue models because of its similarities to the native extracellular matrix and its easily tunable properties. Gellan gum itself was neither toxic nor monocyte activating. The resulting hydrogels exhibited suitable viscoelastic properties for soft tissues and were stable for 98 days in vitro. Encapsulated human primary adipose-derived stem cells (ASCs) were adipogenically differentiated for 14 days and matured for an additional 84 days. Live-dead staining showed that encapsulated cells stayed viable until day 98, while intracellular lipid staining showed an increase over time and a differentiation rate of 76% between days 28 and 56. After 4 weeks of culture, adipocytes had a univacuolar morphology, expressed perilipin A, and secreted up to 73% more leptin. After bioprinting establishment, we demonstrated that the cells in printed hydrogels had high cell viability and exhibited an adipogenic phenotype and function. In summary, GG-based adipose tissue models show long-term stability and allow ASCs maturation into functional, univacuolar adipocytes.

Within this interdisciplinary study, we demonstrate the applicability of a 6D printer for soft tissue engineering models. For this purpose, a special plant was constructed, combining the technical requirements for 6D printing with the biological necessities, especially for soft tissue. Therefore, a commercial 6D robot arm was combined with a sterilizable housing (including a high-efficiency particulate air (HEPA) filter and ultraviolet radiation (UVC) lamps) and a custom-made printhead and printbed. Both components allow cooling and heating, which is desirable for working with viable cells. In addition, a spraying unit was installed that allows the distribution of fine droplets of a liquid. Advanced geometries on uneven or angled surfaces can be created with the use of all six axes. Based on often used bioinks in the field of soft tissue engineering (gellan gum, collagen, and gelatin methacryloyl) with very different material properties, we could demonstrate the flexibility of the printing system. Furthermore, cell-containing constructs using primary human adipose-derived stem cells (ASCs) could be produced in an automated manner. In addition to cell survival, the ability to differentiate along the adipogenic lineage could also be demonstrated as a representative of soft tissue engineering.

Cultured Meat (CM) is a growing field in cellular agriculture, driven by the environmental impact of conventional meat production, which contributes to climate change and occupies ≈70% of arable land. As demand for meat alternatives rises, research in this area expands. CM production relies on tissue engineering techniques, where a limited number of animal cells are cultured in vitro and processed to create meat-like tissue comprising muscle and adipose components. Currently, CM is primarily produced on a small scale in pilot facilities. Producing a large cell mass based on suitable cell sources and bioreactors remains challenging. Advanced manufacturing methods and innovative materials are required to subsequently process this cell mass into CM products on a large scale. Consequently, CM is closely linked with biofabrication, a suite of technologies for precisely arranging cellular aggregates and cell-material composites to construct specific structures, often using robotics. This review provides insights into contemporary biomedical biofabrication technologies, focusing on significant advancements in muscle and adipose tissue biofabrication for CM production. Novel materials for biofabricating CM are also discussed, emphasizing their edibility and incorporation of healthful components. Finally, initial studies on biofabricated CM are examined, addressing current limitations and future challenges for large-scale production.

The world population is growing and alternative ways of satisfying the increasing demand for meat are being explored, such as using animal cells for the fabrication of cultured meat. Edible biomaterials are required as supporting structures. Hence, we chose agarose, gellan and a xanthan-locust bean gum blend (XLB) as support materials with pea and soy protein additives and analyzed them regarding material properties and biocompatibility. We successfully built stable hydrogels containing up to 1% pea or soy protein. Higher amounts of protein resulted in poor handling properties and unstable gels. The gelation temperature range for agarose and gellan blends is between 23–30 °C, but for XLB blends it is above 55 °C. A change in viscosity and a decrease in the swelling behavior was observed in the polysaccharide-protein gels compared to the pure polysaccharide gels. None of the leachates of the investigated materials had cytotoxic effects on the myoblast cell line C2C12. All polysaccharide-protein blends evaluated turned out as potential candidates for cultured meat. For cell-laden gels, the gellan blends were the most suitable in terms of processing and uniform distribution of cells, followed by agarose blends, whereas no stable cell-laden gels could be formed with XLB blends.